Annalesvété-mai2002

Ann. Méd. Vét., 2002, 147, 85-96
FORMATION CONTINUE – ARTICLE DE SYNTHESE Aspects cliniques et histopathologiques, diagnostic différentiel et
traitements des dermatophytoses chez les carnivores domestiques
Heliopolis, B3, Avenue de MagudasF-33700 Bordeaux-Mérignac RESUME : Les dermatophytoses sont des dermatoses peu fréquentes, dues à des champignons des
genres Microsporum et Trichophyton, contagieuses entre animaux et à l’homme. Les signes cliniques sont
très polymorphes. L’hypothèse d’une dermatophytose devra donc être envisagée dans le diagnostic dif-
férentiel de nombreux cas et confirmée, ou infirmée, par un diagnostic expérimental reposant sur quatre
examens complémentaires : examen en lumière de Wood, examen direct, examen histopathologique et
culture fongique. L’identification du dermatophyte, qui repose sur l’aspect macroscopique et microsco-
pique de la culture, est indispensable. Le traitement, qui doit être adapté à chaque cas, inclut une tonte
des lésions, l’application de topiques antifongiques et l’administration d’antifongiques systémiques ainsi
qu’un traitement de l’environnement. Le traitement médical doit être effectué sur tous les animaux en
contact, jusqu’à négativation des cultures effectuées mensuellement. La vaccination demeure un sujet
d’études.
1. INTRODUCTION
" Teigne " décrite classiquement.
tail ", ou queue d’étalon, chez le ties ou " teignes " (lorsqu’il y a enva- It is true to say " if it looks like ring- worm, it is probably not ringworm " • alopécie et/ou état kérato-sébor- (Danny Scott). One should add : " if it genres Microsporum et Trichophyton.
does not look like ringworm, it couldbe " (Didier Noël Carlotti).
féline sont dus à M. canis. Chez le • kérion (très rare chez le chat, mais chien, si M. canis est le plus souvent peuvent être rencontrés, tels que M. gypseum, T. mentagrophytes et M. • alopécie et croûtes autour des yeux, 2. SIGNES CLINIQUES
• alopécie localisée sur le corps, les pelage. Quels qu’ils soient, les prélè-vements seront placés dans des enve- Une démodécie localisée (à Demodex être différencié des onyxis d’autres canis ou à Demodex cati ) peut par- origines : bactérien, à Malassezia, 3.2.2 Examen en lumière de Wood
Celui-ci se pratique sur l’animal lui-même ou sur des poils recueillis. Une 3. DIAGNOSTIC
3.1.2 Chez le chat
lampe de bonne qualité est indispen-sable (par exemple avec 2 tubes et 3.1 DIAGNOSTIC
Chez le chat, le diagnostic différentiel DIFFERENTIEL
devra être fait, que le prurit soit pré-sent ou absent, avec : chauffer quelques instants. L’examena lieu dans une pièce très sombre.
canis sont fluorescentes, sous leur sagées dans un grand nombre de cas.
nâtre. Un examen négatif ne permetaucune conclusion. Les poils positifs 3.1.1 Chez le chien
• l’alopécie et la dermatite “ psycho- 3.2.3 Examen direct
séborrhéique. Cette similitude lésion- nelle s’explique par la nature follicu- D. Scott : " If it looks like ringworm, it is probably not ", complété par D.N.
d’étalon ” des mâles reproducteurs ; Carlotti " If it does not look like ring- worm, it could be ", prend ici tout son attaque les colles de lentilles d’objec- 3.2 DIAGNOSTIC
tériennes, dermatite à Pelodera, - hydrate de chloral . . . . . .2 parties - acide lactique . . . . . . . . . . .1 partie Préparation : piler les cristaux d’acide taire, l’hypersensibilité aux piqûres 3.2.1 Les prélèvements
frein et extrémités des pavillons auri- les poils abîmés ou à défaut ceux qui sont à la périphérie des lésions). Les être différenciés d’un néoplasme tel désinfection à l’alcool à 70° est préfé- rable (laisser sécher). On prélève des 3.2.4 Inoculation des cultures
Test Medium), qui contiennent en plus du rouge phénol, un indicateur de pH.
rubrum). Ce n’est pas le cas en méde-cine vétérinaire, au moins en ce quiconcerne les principaux dermato- Tableau I Morphologie macroscopique des principaux dermatophytes chez les animaux Morphologie des colonies
alternés. On laisse les tubes à tempé- rature ambiante ou mieux à 26 - 27°C(30 - 32°C pour T. verrucosum).
Aspects macroscopiques et microsco- Pêche à chamois (lie de vin sur Jaune à jaune brun n’est qu’une indication et ne consti-tue pas un élément de certitude.
Microsporum persicolor, toutefois,fait virer le milieu tardivement,comme un contaminant.
La coloration rouge du DTM masquel’observation de la pigmentation de lacolonie fongique. Aussi, une caracté-risation macroscopique n’est-ellepossible que sur milieu de Sabouraud.
Dans tous les cas, l’identificationmicroscopique doit obligatoirementêtre effectuée. Pour cela, on utilise latechnique du ruban adhésif (méthodedu drapeau de Roth) très facile à réa-liser : un fragment de ruban adhésifest saisi entre les mords d'une pincehémostatique et appliqué à la surfacede la culture, puis il est placé sur unelame dans une goutte de bleu lactiqueou de chloral-lactophénol. On lerecouvre d’une goutte du même pro-duit puis d’une lamelle et il est exa-miné sous le microscope.
Un bon manuel de mycologie estindispensable. Parfois, le recours à unmycologiste exerçant en milieu hos-pitalier permet de résoudre les pro-blèmes posés lors d’identification dif-ficile.
Les morphologies macroscopique etmicroscopique des principaux derma-tophytes rencontrés chez les carni-vores domestiques sont présentéesdans le tableau I et la figure 1.
Les microconidies de M. canis sontpeu abondantes, disposées en rameau Figure 1 : Envahissement pilaire, fructifications et ornementations des quatre principaux dermatophytes des carni-
vores (d’après G. Rebell et D. Taplin, 1978).
(acladium) et piriformes. Les macro- et baignoires doit faire suite au traite- échinulées, ont des parois épaisses et Les microconidies de M. persicolor réponse immune efficace (Sparkes et Une étude in vitro (White-Weithers et al., 1996). Cependant, le traitement de Javel, énilconazole) à des dilutions 4.1 LA TONTE : AVANTAGES ET
Les micronidies de M. gypseum sont INCONVENIENTS
en acladium. Les macroconidies sont dans la littérature, et à ces concentra- infectés d’origine canine et féline ont phytes sont rondes, en grappes et très gulière et ont une paroi mince et lisse.
sulfur et l’énilconazole ont donné les d’infection par M. persicolor), est 3.2.5 Histopathologie
La coloration à l’hématéïne éosine ou zole et l’eau de Javel ont été efficaces dans la kératine, notamment lors d’in- fection par M. persicolor. Le dia- fectée (cfr infra) car la tonte dissé- zone limitée si les lésions sont locali- trent que, chez le chat, le lime sulfur et sées. Si celle-ci sont étendues, tout le l’énilconazole sont aussi efficaces en 4.2 TRAITEMENT TOPIQUE
1995a). L’énilconazole, très efficace sur M. canis, est légalement autorisé 4.2.1 Shampooing et bains
phocytes, histiocytes, neutrophiles).
études récentes (De Jaham et al., 3.2.6 Cytologie
et ces bains sont effectués essentielle- 4 TRAITEMENT
local en cas d’état kératoséborrhéique tances aux azolés observées in vitro
séofulvine (Paterson et al., 1998).
ne se vérifient pas in vivo.
impossibles à utiliser. Leur seule indi- 4.3.1 La griséofulvine
antifongique efficace in vitro) n’a pas été capable de raccourcir l’évolution 4.2.3 Résumé : limites et intérêt du
traitement topique
L’utilisation d’un traitement topique seul pourrait ainsi prédisposer l’ani- 4.2.2 Préparation d’usage local
L’efficacité des préparations d’usage particulier liées à une infection par M. • doit être effectué sur toute la sur- Il a été démontré dans une étude que • ne doit pas être utilisé seul chez les rir l’infection par M. canis ou T. men- tagrophytes en zone velue alors que • doit donc être utilisé en association systémique par l’itraconazole est effi- doivent pas être traités avec la griséo- • doit être effectué en balnéations qui été décrite dans ce cas (Shelton et al., 4.3.2 Le kétoconazole
• contribue à éviter la contamination altérations que dans les éléments fon- née mais n’altère pas les cellules fon- félines sont présentés dans le tableau toléré dans cette espèce à la dose de ment de la tige pilaire (Borgers et al., administré durant un repas qui acidi-fie le contenu gastrique. Le kétocona- 4.3 TRAITEMENT
zole a été utilisé avec succès chez le ANTIFONGIQUE
SYSTEMIQUE
sont utilisés seulement sur les lésions toses sont la griséofulvine, le kétoco- nazole, l’itraconazole et la terbinafine la sensibilité de souches de M. canis 88,8 % vis-à-vis de la griséofulvine et comme très efficace et sans danger.
(Puccini et al., 1992). La méthodolo- gie de cette étude est toutefois contes- avec cette association (Weiss, 1983).
table et il est fréquent que les résis- Cependant, la tératogénicité doit être Tableau II : Agents antifongiques topiques utilisables en France dans le traitement des dermatophytoses Mode d’action
Présentation et
Noms déposés et
posologie
secondaires
disponibilité en France
à diluer 50 fois (0,2 %)et à utiliser en friction2 fois par semaine NB : 1- les noms déposés des spécialités vétérinaires sont soulignés (les autres étant des produits destinés à l’homme) 2- les shampooings au miconazole, au miconazole et à la chlorhexidine, le lime sulfur (polysulfure de chaux) ne sont pas dispo-nibles en Europe. L’hypochlorite de soude à 0,5 % à usage topique (soluté de Dakin) est mentionné dans la littérature américaine.
Tableau III : Agents antifongiques systémiques utilisables en France dans le traitement des dermatophytoses.
Molécule
Mode d’action
PosologieContre-
Effets secondaires
Noms déposés et
indication
disponibilité en
Fulcine® comp.
Griséfuline® comp.
action sur la paroi (arrêt 10 mg/kg/j (1 prise) (hépatotoxicité) stéroïdes à plus forte dose action sur la paroi (arrêt 20 mg/kg/48 h inhibition de lasqualène-époxydase)- fongicide (paraccumulationintracellulaire desqualène) NB : les noms déposés des spécialités vétérinaires sont soulignés (les autres étant des produits destinés à l’homme).
4.4 QUELQUES CAS
Chalmers, 1992a ; Scott et al., 1995).
PARTICULIERS
4.4.1 Traitement des chats porteurs
sains (porteurs mécaniques)
4.3.3 L’itraconazole
4.3.4 La terbinafine
cide in vivo chez l’homme chez qui il d’être à l’origine de cultures posi- toléré que le kétoconazole. Une étude siste, dans la couche cornée, jusqu’à 3 semaines après la fin du traitement.
l’immunité de l’animal (Sparkes et al., 1994 ; Sparkes et al., 1996). En raient, en début d’évolution de la der- Aucun essai n’a été rapporté chez les un faible mais réel degré d’envahisse- rance est excellente (Boothe et al., 1997). Dans une étude récente, l’itra- ensuite avec la progression de l’infec- sible à faire et tout chat à culture posi- 4.3.5 Le lufénuron
négative) mais la dose utilisée n’était 4.4.2 Traitement des chats sains à
culture négative au contact de chats
15 jours (Badillet, 1977 ; Boothe et teigneux
al., 1997 ; Borgers et al., 1993) ce qui (Mancianti et al., 1998). Les auteurs l’apparition de lésions (portage méca- d’excellents résultats. La dose est de Une étude récente a montré l’effica- cité du produit chez neuf chats traités des séparations appropriées. Si celles- faits et d’autres études sont en cours.
chats dès le 28ème jour, et l’étaient 4.4.3 Chatons
Les chatons doivent a priori être trai- ment (Colombo et al, 2001). Le pro- Moriello, 2002 ; Moriello et al, 2002) chatons (De Jaham et al., 1998). En féline à Microsporum canis et n’a pas dessous de l’âge de 2 mois, l’isole- Tableau IV : Agents antifongiques utilisables dans la désinfection antifongique de l’environnement.
Molécule
Présentations, noms déposés et disponibilité en
Inconvénients
Rémanence
décolore les tissus- altère des matériaux de l’habitat (bois,métal.) décolore les tissus- altère des matériaux de l’habitat (bois,métal.) aucun (n’altère ni les tissus ni les matériaux ment s’impose, avec la mère, jusqu’à 4.5.3 Désinfection
L’eau de Javel pure et le formol à 1 % c’est-à-dire dès l’âge de 8 semaines tifs, la recherche d’une maladie débi- litante est conseillée (cancer, diabète, 4.4.4 Femelles gestantes
coïdes, acétate de mégestrol) est vive- peut-être avec la terbinafine (cfr 4.5 TRAITEMENT DE
L’ENVIRONNEMENT
4.5.1 Justification
Les spores de M. canis pouvant sur- prévention de l’aspergillose et a été jusqu’à l’éradication de la maladie dans l’environnement (logementd’animaux domestiques). Un stan- 4.4.5 Chats avec une lésion locali-
dard spécifique a été créé spéciale- sée et réduite
peut y avoir jusqu’à 1000 spores deM. canis par m3 d’air (Symoens et al., La première étape est de bien vérifier ce caractère localisé ; l’examen soi- d’effet résiduel prolongé et les appli- sion de l’infection au delà des limites 4.5.2 Nettoyage
jours, et les sacs d’aspirateurs doivent être détruits. Il est conseillé de ne pas 4.4.6 Chats présentant une teigne
chronique ou généralisée
pas être traités. Une attention particu- lière doit être réservée aux ustensiles pose : FIV (Mancianti et al., 1992) et servant à la nourriture et au toilettage être efficace dans les chatteries et les des animaux, ainsi qu’aux vêtements.
chenils (Van Gestel et al., 1981).
2). Chaque cas est véritablement par-ticulier.
Le traitement ne devrait pas êtrearrêté avant que toutes les lésionsaient disparu et doit continuer aumoins un mois après les premiers pré-lèvements dont les cultures restentnégatives (idéalement à partir de tousles animaux). Il est en effet excep-tionnel de voir une culture devenirpositive au-delà d’un mois (Guaguereet Carlotti, 1991). Ce protocole estdifficile à suivre, coûteux et nécessiteune grande motivation de la part despropriétaires et/ou des éleveurs. Denombreux éleveurs de chats sontconscients du problème de la teigne etacceptent de coopérer pour obtenirune éradication complète de la mala-die, en particulier s’ils acceptentl’idée de ne présenter aucun chat enexposition durant un certain temps.
Plus tard, ils acceptent facilement detraiter par voie topique, à titre préven-tif, tout chat qui a été présenté enexposition, juste après le retour àl’élevage.
L’ensemble de ces mesures peut êtreappliqué aux élevages canins (deYorkshire, par exemple), où la teignesévit.
Figure 2 : Modes de séparation et de traitement de chats teigneux dans une chatterie.
5. PROPHYLAXIE SANITAIRE
" propre "). L’idéal est cependant de nouveau chat introduit dans une chat-terie devrait être testé par culture fon- " propre ") (Sparkes, 1996). La seuleexception à ce schéma est celui des lumière de Wood des chats à l’entréedes expositions est insuffisant 4.6 LE TRAITEMENT D’UNE
COLLECTIVITE FELINE
de leur portée et donc être isolées(Guillot et Chermette, 1997). Tout de M. canis sont fluorescentes.
passage d’une zone à l’autre doit être En cas d’infection par M. persicolor ou T. mentagrophytes, les contacts avec les rongeurs devraient être évités.
topique doit être utilisé chez les ani- 6. LE POINT SUR LA
VACCINATION CHEZ LE
6.1 JUSTIFICATION
vent irréalisables et dans ce cas l’atti- maux présentant des lésions (c’est le par M. canis, et qui protège probable- prévalence d’infection à M. canis a concept réaliste (Sparkes et al., Clinical and histopathological
1996). C’est toutefois l’immunité cel- chatterie ont été répartis au hasard et aspects, differential diagnosis
des taux d’anticorps élevés ne s’ac- cebo. Chaque chat a fait l’objet d’une and management of dermato-
phytosis in dogs and cats.
l’étude et pendant l’étude (sur la base des lésions et de la fluorescence).
phytose à M. canis est un sujet d’ac- Microsporum and Trichophyton suscite, notamment chez les éleveurs.
cebo. Durant l’étude, aucun autre trai- 6.2 ESSAIS ET ETUDES
tement n’était autorisé. Une guérison REALISES
les années 70 sont signalés dans la lit- térature (Moriello et DeBoer, 1995a).
l’aide de souches atténuées de T. ver- rucosum s’est avérée efficace dans les tection contre une réinfection n’a pas été évaluée, pas plus que la nature de The identification of the causalorganism, based on the macro- M. canis inactivé ont été mis au point vaccin atténué paraît trop grand).
l’utilisation de tels vaccins permettra 7. CONCLUSION
est nécessaire et les cultures sontindispensables pour le suivi des un traitement prolongé jusqu'à négati- être traités, qu’ils soient atteints ou BIBLIOGRAPHIE
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Source: http://www.facmv.ulg.ac.be/amv/articles/2002_146_2_03.pdf